Гудзь Ю.П., Котелевець О.С., Волинська С.С., Афанасьєва І.Ф. Фізіологія рослин. Методичні рекомендації до виконання лабораторних робіт з фізіології рослин - файл n1.doc

Гудзь Ю.П., Котелевець О.С., Волинська С.С., Афанасьєва І.Ф. Фізіологія рослин. Методичні рекомендації до виконання лабораторних робіт з фізіології рослин
скачать (477 kb.)
Доступные файлы (1):
n1.doc477kb.07.07.2012 23:35скачать

n1.doc

  1   2   3   4   5   6   7


Ю.П. Гудзь, О.С.Котелевець, С.С.Волинська, І.Ф.Афанасьєва

Фізіологія рослин. Методичні рекомендації


До виконання лабораторних робіт з фізіології рослин.

Навчальний посібник

Міністерство освіти України

Національний педагогічний університет ім. М.П.Драгоманова

Ю.П. Гудзь, О.С.Котелевець, С.С.Волинська, І.Ф.Афанасьєва


Фізіологія рослин. Методичні рекомендації


До виконання лабораторних робіт з фізіології рослин.

(для студентів заочної форми навчання)


Навчальний посібник

Київ

НПУ

1999

Зміст



В С Т У П 4

Організація практичних занять і методи роботи 5

Розділ I. Фізіологія рослинної клітини 5

Робота № 1. Визначення запасних поживних речовин за допомогою гістохімічних реакцій. 6

Робота № 2. Визначення дубильних речовин та алкалоїдів у рослинах. 9

Робота № 3. Виготовлення «штучної» клітини Траубе. 11

Робота № 4. Явища плазмолізу і деплазмолізу. Форми плазмолізу. 13

Робота № 5. Визначення осмотичного тиску клітинного соку плазмолітичним методом (за де-Фрізом). 15

Робота № 6. Визначення сисної сили. 17

Контрольні запитання до розділу «Фізіологія рослинної клітини». 19

Розділ II. Водний режим рослин. 19

Робота № 7. Поглинання води кореневою системою. 21

Робота № 8. Явище гутації. 22

Робота № 9. Визначення інтенсивності транспірації на торсійних терезах (за Л.А.Івановим). 23

Робота № 10. Визначення транспірації верхньої і нижньої сторін листка за допомогою хлоркобальтового паперу (за Шталем). 25

Робота № 11. Дослідження стану продихів (за методом Молотковського-Полаччі). 26

Контрольні запитання до розділу «Водний режим рослин» 27

Розділ III. Фотосинтез. 27

Робота № 12. Методи виділення пластидних пігментів з листків. 29

Робота № 13. Розподіл пігментів за Краусом. Омилення хлорофілу лугом. 30

Робота № 14 Розподіл пігментів адсорбційним хроматографічним методом. 31

Робота № 15. Утворення феофітину і відновлення металоорганічного зв’язку. 32

Робота № 16. Спостереження за флуоресценцією хлорофілу. 33

Робота № 17. Утворення первинного крохмалю у фотосинтезуючому листку. 34

Контрольні запитання до розділу «Фотосинтез». 35

Розділ IV. Мінеральне живлення рослин. 36

Робота № 19. Мікрохімічний аналіз золи. 36

Робота № 20. Спрощений метод визначення нітратів у рослинах. 39

Контрольні запитання до розділу «Мінеральне живлення». 40

Розділ V. Дихання рослин. 40

Робота № 21. Визначення інтенсивності дихання рослин за кількістю виділеної вуглекислоти. 42

Робота № 22. Виявлення активності каталази в листках елодеї. 44

Контрольні запитання до розділу «Дихання рослин». 45

Розділ VI. Ріст і розвиток рослин. 45

Робота № 23. Спостереження за геотропічною реакцією рослин. 46

Робота № 24. Виявлення зон росту у коренів і стебел методом позначок. 47

Робота № 25. Спостереження за фототропічною реакцією рослин. 48

Контрольні запитання до розділу «Ріст і розвиток рослин». 49

Список літератури 50

FeCl3, Fe2(SO4)3, MnSO4, CuSO4, ZnSO4, H3BO3, (NH4)2MoO4 54

Звідси 56

Робота. Визначення кількості хлорофілу за допомогою фотоелектроколориметру 44

Робота. Вирощування рослин у водних культурах на повній живильній суміші і з виключенням окремих елементів 53

В С Т У П



Лабораторно-практичні заняття є обов’язковим видом навчального процесу, який дозволяє студентам отримати підтвердження теоретичних положень основного матеріалу лекційного курсу. Фізіологія рослин як експериментальна наука тісно пов’язана з практикою сільського господарства, а тому викладання цього курсу передбачає обов’язкове виконання певних практичних завдань. З метою не тільки здобуття знань, а і навичок з практичного досвіду вирощування рослин, програмування та прогнозування кінцевих результатів. Важливим моментом у проведенні лабораторних занять є поєднання навчального процесу з науковою роботою, а тому переважну більшість лабораторних робіт треба виконувати на стандартизованих дослідних рослинах і, по можливості, з використанням сучасних методів досліджень. Налагоджені таким чином лабораторно-практичні заняття стимулюють індивідуальну роботу студентів, підвищують їх інтерес до конкретних питань фізіології рослин, сприяють кращому оволодінню матеріалом дисципліни на підставі свідомого засвоєння та власних експериментальних результатів.

Студент-заочник не має можливості прослухати весь курс лекцій з фізіології рослин, а тому необхідні знання з даної дисципліни отримує з підручників, навчальних посібників, окремих монографій.

При складанні методичних вказівок була використана програма з фізіології рослин для спеціальностей: «Хімія і біологія», «Біологія і хімія», яка затверджена Управлінням вищих навчальних закладів МОУ у 1993 році.

До кожної лабораторної роботи подається коротке теоретичне пояснення та методичні вказівки, поставлені контрольні запитання.

Як основну літературу з курсу фізіологія рослин студенти-заочники можуть використати такі навчальні посібники:
Підручники

Е.А.Алешин, А.А.Пономарев. Физиология растений. – М.: Колос,1979

П.А. Генкель. Физиология растений. – М.: Просвещение, 1975

С.К.Лебедев. Физиология растений. – М.: Колос, 1988

В.А.Новиков. Физиология растений. – Л.: Сельхозлитер.,1961

Л.К.Поліщук. Фізіологія рослин. - .:

Д.П.Проценко. Фізіологія рослин. – М.: Колос ,1980

И.М.Якушкина. Физиология растений. – М.: Просвещение, 1980.









Організація практичних занять і методи роботи



Оскільки лабораторні заняття з фізіології рослин у студентів-заочників проводяться у стислі строки, то перш ніж приступити до практичних занять, слід скласти точний календарний план робіт, заздалегідь перевірити, яке обладнання має лабораторія і придбати, по можливості, те чого не вистачає для виконання практикуму. Напередодні сесії студентів-заочників доцільно ознайомити з тематикою та календарним планом виконання робіт, тим самим надати їм можливість заздалегідь підготувати теоретичний матеріал для кращого виконання практичних завдань.

Рівень теоретичної підготовки до занять перевіряється шляхом опитування перед початком виконання робіт та під час індивідуальних бесід зі студентами.

Для підтвердження теоретичного матеріалу рекомендується на лабораторних заняттях широко використовувати відповідні таблиці, діапозитиви, живі зразки рослин, гербарні зразки, діаграми та інші засоби, що значно допомагає студентам глибше засвоювати лекційний матеріал.

Кожен студент повинен мати спеціальний зошит для оформлення протоколів лабораторних робіт, а саме: тема роботи, її короткий зміст і результати спостережень. Якщо завдання пов‘язано з обчисленнями, то студент повинен записати його в протокол.

Після виконання кожного завдання викладач перевіряє якість роботи і знання її теоретичного змісту, після чого підписує і зараховує її виконання.



Розділ I. Фізіологія рослинної клітини




Клітина – елементарна структурно-функціональна одиниця рослинного організму. Вона здатна до самовідтворення і характеризується специфічними осо-бливостями, які відрізняють її від клітин тваринного походження (наявність добре розвиненої целюлозної оболонки, пластид, вакуолярної системи, специфічний ріст розтягом).

Важлива характерна ознака рослинної клітини – наявність вакуолі, яка відмежована від цитоплазми одношаровою мембраною – тонопластом. У вакуолі міститься водний розчин мінеральних речовин, цукрів, органічних кислот, аміно-кислот тощо. Саме концентрацією розчинених речовин і відповідно осмотичним потенціалом вакуолярного соку, оточеного напівпроникною мембраною, визна-чається здатність клітин поглинати воду з навколишнього середовища. Крім того, вакуоля притискає цитоплазму клітини (з розташованими в ній пластидами) до клітинної стінки, сприяючи тим самим більш успішному перебігу фотосинтезу. Вакуоля сприяє також створенню тургорного стану клітини, при якому насичений водою вміст її тисне на стінку. В стані повного насичення клітини водою тургор-ний протитиск повністю врівноважує осмотичний і клітина припиняє поглинати воду. Найбільшу сисну силу клітина має при повній відсутності тургору. В цей момент здатність клітини поглинати воду визначається її осмотичним потенціалом. Рушійною силою надходження води в клітину є різниця хімічних потенціалів води в клітині і навколишньому середовищі. Хімічний потенціал чистої води завжди більший за її хімічний потенціал в розчині (клітині). Чим вища концентрація сполук всередині клітини, тим менший хімічний потенціал внутрішньоклітинної води і тим швидше вода входить в клітину.

Осмотичний рух води в клітину відбувається пасивно, без енергетичних затрат. Мінеральні ж елементи здебільшого надходять крізь клітинні мембрани проти електрохімічного градієнта активно, за допомогою специфічних білків-переносників і затратою енергії АТФ. Завдяки добре розвиненій системі внутрішніх мембран і плазмалеми в клітинах підтримується відповідний іонний склад вакуолярного розчину і цитоплазми, що визначає статус клітини як колоїдно-осмотичної системи. Мембранний принцип будови протопласта реалізується в різноманітних проявах осмотичних властивостей нативних клітин. Зокрема, на цьому базуються принципи вивчення явищ плазмолізу, визначення осмотичного тиску клітинного соку, проникності живих і пошкоджених мембран тощо. Більшість з цих робіт мають діагностичне й прикладне значення.


Робота № 1. Визначення запасних поживних речовин за допомогою гістохімічних реакцій.


Мета роботи. Вивчити хімічний склад рослинної клітини: виявити вуглеводи (моносахариди, полісахариди), білки, жири. Ознайомитися з методиками визначення цих речовин.

Матеріали, реактиви, обладнання. Мікроскопи, предметні скельця, леза, препарувальні голки, спиртівки, розчин йоду в йодиді калію, 50%-й спирт, рідина Фелінга, 10%-й розчин NaOH, слабкий розчин CuSO4, осмієва кислота, гліцерин, спиртовий настій коріння алькани, набухле насіння різних рослин, плоди, коренеплоди.

Основні відомості. У процесі життєдіяльності в рослинах відкладаються запасні поживні речовини – білки, вуглеводи (моносахариди – глюкоза, фруктоза; дисахариди – сахароза, мальтоза; полісахариди – інулін, крохмаль), жири. Вони можуть витрачатися на побудову тіла рослини або на різні життєві процеси як енергетичний матеріал. Відкладаються запасні поживні речовини в різних органах рослини: насінні, плодах, видозмінених пагонах, коренях.

Хід роботи. Для визначення фруктози і глюкози об’єктами можуть бути: коренеплід моркви, цибуля, плоди груші й винограду. Для визначення крохмалю використовують бульби картоплі. Для визначення жирів – насіння соняшника, коноплі, льону. Для визначення білків – насіння бобових рослин.

Реакції проводять на зрізах, використовуючи предметні скельця. Для кожної реакції беруть свіжий зріз.

  1. Реактивом на крохмаль є розчин йоду в йодистому калії. На зріз бульби картоплі нанести краплю цього розчину. Зріз, який містить крохмаль, зафарбовується в синій колір.

2. Для визначення полісахариду інуліну використовують коренеплід жоржини або земляної груші, витриманий 14 днів в 50%-му розчині спирту. Зробивши зріз коренеплоду роздивляються його під мікроскопом. На стінках клітин можна буде помітити сферокристали інуліну, що виділився.

3. Для визначення фруктози або глюкози використовують рідину Фелінга, до складу якої входить CuSO4. Зрізи роблять не дуже тонкі (3 шари клітин), після приготування їх сполоснути у воді і покласти на предметне скельце в краплю розведеної Фелінгової рідини та нагріти. В присутності відновлюючих цукрів утворюється червоний осад закису міді.

4. Жири можна визначити двома реактивами: спиртовим настоєм коріння алькани та осмієвою кислотою. Фарбування альканою відбувається таким чином: на зріз наносять краплю настою, закривають накривним скельцем і розглядають під мікроскопом. Краплини жиру, що витікають, зафарбовані в червоний колір. Осмієва кислота (слабкий розчин: від 0,25 до 1,0%) зафарбовує жир в бурий колір. В мікроскопі краплі жиру видні у вигляді блискучих краплинок.

5. Для визначення білків проводять такі реакції:

а) біуретова реакція. На предметне скло покласти зріз в краплю 10% розчину NaOH та додати краплю слабкого розчину CuSO4. Осад гідроксиду міді (II), що при цьому утворюється, при наявності білка розчиняється і забарвлює зріз у фіолетовий колір;

б) реакція з розчином йоду в йодистому калії. Покласти зріз на предметне скло в краплину гліцерину, до якої додають краплину йоду в йодистому калії. Накривають зріз накривним скельцем і розглядають під мікроскопом. Від йоду в йодистому калії білок фарбується в золотисто-жовтий колір.
Контрольні запитання.

  1. Які органічні речовини відкладаються у різних органах рослин?

  2. Як визначити вміст моносахаридів?

  3. Як визначити вміст полісахаридів?

  4. Як визначити вміст білків?

  5. Як визначити вміст жирів?





Робота № 1а. Виділення запасних білків та вивчення їх властивостей.
Мета роботи. Виявити білки, користуючись трьома якісними реакціями на білок.

Матеріали, реактиви, обладнання. Фільтрувальний папір, пробірки, горілки, мірні циліндри, розчин горохового борошна, (NH4)2SO4, NaOH, HNO3, CuSO4, оцтовокислий свинець 5%.

Основні відомості. Для виявлення білків найчастіше користуються трьома якісними реакціями на білки: біуретовою і ксантопротеїновою. Білки поділяють на розчинні і нерозчинні у воді.

Хід роботи. 3-5 г горохового борошна залити в колбі 20-30 мл 10%-ного розчину (NH4)2SO4 (сірчанокислий амоній).

Колбу закрити пробкою і добре збовтувати протягом 3 хв, а потім залишити на 30 хв, після чого профільтрувати крізь складчастий, змочений тим же розчином солі, фільтр.

У фільтрат перейдуть нерозчинні у воді білки – глобуліни. З ними можна провести такі реакції:
Осадження білку:

1. В пробірку налити 1 мл одержаного фільтрату і долити води. У розчині виникає муть, бо глобулін випадає в осад. Додати розчин сірчанокислого амонію (NH4)2SO4 – білок знову розчиняється.

2. У пробірку налити 2-3 мл розчину білка, і нагрівати поступово, довести до кипіння. Чи розчиняється осад після охолодження?

3. У пробірку набрати першого фільтрату і до нього додати суху поварену сіль до появи помутніння, потім додати води. Чи переходить осад в розчин?

4. У пробірку налити 2-3 мл розчину білка і додавати по краплі концентровану HNO3 (до появи осаду). Чи розчиняється осад після додавання HNO3.
Кольорові реакції на білок:
1. Ксантопротеїнова реакція: Ця реакція показує на присутність в молекулах білка фенілаланіну або тирозину, або триптофану. До розчину білка додається конц. HNO3, відбувається коагуляція, розчин підігрівають (визначити колір білка). При охолодженні додаємо по краплині аміак (визначаємо колір).
2. Біуретова реакція: Цю реакцію дають сполуки, що мають групу СОNH і складаються з кількох амінокислот. До розчину білка додати 10% розчин NaOH. Потім по краплях додавати слабкий розчин CuSO4, визначаємо колір розчину.
3. Реакція на сірку амінокислот цистеїна та цистина. До розчину білка додати вдвічі більший об’єм 10% розчину NaOH, обережно кип’ятити 2-3хв. Додати кілька крапель оцтовокислого свинцю (5%).

Робота № 2. Визначення дубильних речовин та алкалоїдів у рослинах.



Мета роботи. Ознайомитися з методикою визначення вторинних речовин рослини – алкалоїдів і дубильних речовин. Порівняти їх кількісний вміст у різних рослинних об’єктах.

Матеріали, реактиви, обладнання. Спиртівки, штативи з пробірками, предметні скельця, пробіркотримачі, фарфорові тарілки, скляні палички, розчин йоду в йодистому калії, хлорне залізо, кора дуба, листя чаю, тютюну, насіння люпину алкалоїдного та ін.
Основні відомості. В зеленій рослині вуглеводи та білки є первинним матеріалом, який утворюється безпосередньо із неорганічних сполук у процесі фотосинтезу. А вже з них внаслідок різних хімічних перетворень у живій клітині виникають усі інші органічні сполуки, які є речовинами вторинного походження. Це: органічні кислоти, дубильні речовини, алкалоїди, антибіотики та фітонциди.

Дубильні речовини є в багатьох рослинах. Вони є похідними галлової та протокатехової кислот. За своєю хімічною природою близькі до антоціанів і похідних флавону та флавонолу. Вони утворюють з білками нерозчинні сполуки.

Алкалоїди – органічні азотовмісні речовини рослинного походження, що мають основний характер і здебільшого гетероциклічну будову. За хімічною будовою їх поділяють на похідні хіноліну, ізохіноліну, індолу, піридину, піперидину, пурину тощо. Алкалоїди містяться в рослинах найчастіше у вигляді солей яблучної, лимонної, винної та інших кислот, розчинних у воді. Алкалоїди – надзвичайно фізіологічно активні речовини і впливають на тваринний організм, багато з них є отрутами.
Хід роботи. Характерною реакцією на дубильні речовини являється почорніння їх при обробці слабким розчином якої-небудь солі заліза, наприклад хлорного заліза (утворення чорнил).

  1. Сухий рослинний матеріал розміром з горошину кип’ятять у пробірці з 5-6 мл води, додавши 1-2 краплини хлорного заліза.

  2. Віджати краплину соку з рослинного матеріалу на тарілку, до неї додати краплину хлорного заліза.

  3. Нанести краплину хлорного заліза на щойно виготовлений зріз досліджуваного рослинного матеріалу.

Результати дослідів записують до таблиці:








Ступінь почорніння

Назва рослини

Частина рослини

Слабо

Середньо

Сильно

















Характерною реакцією на алкалоїди являється утворення червонувато-бурого осаду при їх обробці розчином йоду в йодистому калії. Старанно розтерти рослинний матеріал (шматочки коріння, листка, плоду) скляною паличкою на тарілці до утворення каші і додати декілька краплин розчину йоду в йодистому калії. Червонувато-бурий колір говорить про наявність алкалоїдів.

Результати дослідів записують до таблиці:



Назва рослини

Частина

рослини

Кількість осаду








Багато

Середньо

Мало















Контрольні запитання.

  1. Що таке речовини вторинного походження?

  2. Що таке алкалоїди?

  3. Що таке дубильні речовини?


Робота № 3. Виготовлення «штучної» клітини Траубе.


Мета роботи. Навчитися виготовляти «штучну» клітину Траубе, вивчити на ній напівпроникність поверхневих мембран цитоплазми та осмотичні явища в клітинній оболонці.

Матеріали, реактиви, обладнання. Мікроскопи, предметні скельця, пробірки, піпетки, 0,5 н.розчин CuSO4, 1 н.розчин K4[Fe(CN)6], 0,5 н. розчин K4[Fe(CN)6], 0,25 н. розчин K4[Fe(CN)6].

Основні відомості. Рослинна клітина нагадує цитоплазматичний мішечок, в середині якого розташована центральна вакуоль, оточена тонопластом. Вакуоля – своєрідний резервуар, виповнений клітинним соком. Водорозчинні сполуки, які зумовлюють осмотичний потенціал клітинного соку, вибіркова напівпроникність поверхневих мембран цитоплазми, еластичність клітинної оболонки дають змогу розглядати клітину як своєрідний природний осмометр. Вивчення осмотичних явищ в клітині найчастіше починають з таких простих моделей, як виготовлення «штучної» клітини Траубе.

Хід роботи. У пробірку наливають 3/4 об’єму 0,5 н. розчину CuSO4 і піпеткою обережно по стінкам пробірки спускають 1-2 краплі 1 н. розчину K4[Fe(CN)6]. На поверхні краплі розчину жовтої кров’яної солі, при попаданні її в розчин мідного купоросу утворюється напівпроникна плівка гексаціаноферату міді. Реакція відбувається за такими рівнянням:

2CuSO4 + K4[Fe(CN)6]  Cu2[Fe(CN)6]+2KSO4 .

При цьому утворюється замкнений міхурець, який дістав назву «штучної» клітини. Плівка міхурця проникна для води і непроникна для солей. Оскільки концентрація розчину K4[Fe(CN)6] у цій клітині більша, ніж концентрація розчину CuSO4, що оточує її, то вода з розчину надходитиме в середину «штучної» клітини. При цьому клітина збільшуватиметься в об’ємі доти, поки концентрація всередині міхурця і біля нього не зрівняються. Під час збільшення об’єму «штучної» клітини плівка часто не витримує тиску і розривається. На місці розриву міхурця при стиканні з розчином CuSO4 знову утворюється перегородка і вода надходитиме в міхурець до нового розриву.

Якщо розглядати «штучну» клітину на світлі, то можна помітити, що під час її збільшення струминки розчину CuSO4 опускаються на дно пробірки. Це відбувається тому, що під час збільшення об’єму міхурця в результаті надходження води концентрація навколишнього розчину збільшується і важчі його шари опускатимуться донизу. Якщо розчин K4[Fe(CN)6] взяти меншої концентрації, ніж розчин CuSO4, то міхурець навпаки, буде зменшуватися і струминки підніматимуться вгору, оскільки тут відбуватиметься протилежний процес.

«Штучну» клітину ще краще виготовляти під мікроскопом. Для цього на предметне скло кладуть маленький кристалик жовтої кров’яної солі і наносять на нього краплину розчину мідного купоросу. Препарат швидко розглядають під мікроскопом при малому збільшенні. В полі зору добре видно, як навколо кристалика K4[Fe(CN)6] утворюється міхурець рожевого кольору, який весь час збільшується в об’ємі. Ця «штучна» клітина збільшується нерівномірно доти, поки не розчиниться кристалик і не вирівняється концентрація.

Описати і замалювати результати дослідів.

Контрольні запитання.

  1. Як виготовити «штучну» клітину Траубе?

  2. Які властивості характерні для перегородки з гексаціаноферрату міді?

  3. Яку властивість живої цитоплазми можна вивчити на штучній моделі клітини Траубе?



Робота № 4. Явища плазмолізу і деплазмолізу. Форми плазмолізу.



Мета роботи. Ознайомитися з явищами плазмолізу й деплазмолізу, визначити потрібні для цього умови і значення цих явищ у процесах життєдіяльності рослинних клітин.

Матеріали, реактиви, обладнання. Цибуля ріпчаста синя або листки інших об’єктів, скальпелі, препарувальні голки, предметні скельця, мікроскопи; 1М розчини плазмолітиків (NaCl або сахароза), скляні палички, фільтрувальний папір, пінцети.

Основні відомості. Наочним проявом осмотичних і життєздатних властивостей рослинних клітин є явище плазмолізу та деплазмолізу. Плазмоліз можна спричинити, помістивши клітини в гіпертонічний розчин, тобто розчин, концентрація якого більша, ніж вакуольного соку. Внаслідок цього більш концентрований зовнішній розчин відбирає воду від вакуолі, об’єм якої зменшується, і шар цитоплазми, що був притиснутий вакуолею до оболонки, відстає від неї. Якщо цю саму клітину перенести в гіпотонічний розчин або звичайну воду, то спостерігатиметься зворотна картина – протоплазма, насичуючись водою, займе попереднє положення, настає деплазмоліз.

Залежно від ступеня в’язкості цитоплазми, розрізняють різні форми плазмолізу: угнуту, опуклу, спазматичну.

Плазмоліз найкраще спостерігати у рослин із забарвленим клітинним соком, оскільки сама цитоплазма безбарвна. Тому для роботи краще використовувати епідерму синьозабарвлених лусок цибулі, червоної капусти, традесканції.

Хід роботи. З луски цибулі знімають пінцетом шматочки забарвленої епідерми і швидко кладуть у краплину води на предметне скло і накривають скельцем. Виготовлений препарат спочатку розглядають при малому збільшенні, під час якого вибирають місце з добре забарвленими клітинами. Потім беруть смужку фільтрувального паперу і прикладають її до краю накривного скельця, а з протилежного боку піпеткою опускають кілька крапель 1 М розчину сахарози. Розглядають препарат під мікроскопом. В результаті адсорбції води папером під накривне скельце надходить розчин плазмолітика. Через 1-3 хв. протоплазма починає відставати від оболонки: спочатку по кутах клітини, спостерігається так званий кутовий плазмоліз. З часом відставання цитоплазми збільшується і спостерігається угнутий плазмоліз, а весь протопласт відстане від оболонки і округлиться наступає опукла форма плазмолізу.

Щоб виявити явище деплазмолізу, беруть препарат з плазмолізованими клітинами, прикладають до накривного скельця смужку паперу, а з другого боку скельця піпеткою опускають кілька крапель води. Концентрація в клітинах вища, ніж зовні, а тому рідина рухається в напрямку до більшої концентрації. При цьому цитоплазма насичуватиметься водою і займе попереднє положення – настає деплазмоліз.

Щоб виявити нездатність мертвих клітин плазмолізуватися, виготовляють мікропрепарат і нагрівають його на полум’ї спиртівки, щоб вбити живі клітини. Готовий препарат розглядають під мікроскопом. Плазмоліз не виявляється.

Контрольні питання.

  1. Що міститься між оболонкою клітини і плазмолізованим протопластом?

  2. Що таке плазмоліз і які його причини?

  3. Як відбувається деплазмоліз?

  4. Чому плазмоліз спостерігається тільки в живих клітинах?

  5. Які осмотично активні речовини містить вакуолярний сік?

  6. Які форми плазмолізу вам відомі?

Робота № 5. Визначення осмотичного тиску клітинного соку плазмолітичним методом (за де-Фрізом).



Мета роботи. Визначення величини осмотичного тиску у рослин різних екологічних груп.

Матеріали, реактиви, обладнання. Мікроскопи, предметні і накривні скельця, леза, бюкси, пінцети, препарувальні голки, піпетки, склограф, фільтрувальний папір, синя цибуля, листки традесканції; 1М розчин сахарози або 1М розчин NaCl, дистильована вода.

Основні відомості. Концентрацію клітинного соку, який являє собою розчин великої кількості різноманітних органічних і неорганічних сполук, можна визначити за його осмотичним потенціалом. Плазмолітичний метод визначення цього показника полягає в тому, що зрізи досліджуваної тканини занурюють в розчини різних концентрацій і проводять дослідження їх під мікроскопом для виявлення ізотонічного розчину. Виходячи з того, що плазмоліз відбувається лише в гіпертонічних розчинах, знаходять таку концентрацію, при якій спостерігається початкова стадія плазмолізу не менше ніж у 50% клітин досліджуваної тканини. Ізотонічний розчин матиме середнє значення між цим розчином і наступним, в якому плазмоліз ще не відбувався.
Хід роботи. Приготувати 7 розчинів NaCl або сахарози різної концентрації (від 0,1 до 0,7 моль/л) з вихідного 1М розчину, по 5 мл, згідно з таблицею:


Концентрація дослідного

На 5 мл розчину

розчину, моль/л

1 М розчину сахарози або NaCl, мл

Води, мл

0,1

0,5

4,5

0,2

1,0

4,0

0,3

1,5

3,5

0,4

2,0

3,0

0,5

2,5

2,5

0,6

3,0

2,0

0,7

3,5

1,5


Розчини наливають у бюкси або баночки з відповідними позначками і добре перемішують; закривають кришками, щоб не було випаровування. За допомогою леза готують 14 зрізів з опуклої сторони лусок синьої цибулі або інших об’єктів. Зрізи покласти у воду на предметному скельці, фільтрувальним папером видалити сік, що витікає з пошкоджених клітин. Потім занурити по два в приготовані розчини, починаючи з найконцентрованішого. Зрізи повинні бути повністю занурені в розчин.

Через 20 – 30 хвилин зрізи витягують з розчинів і розглядають під мікроскопом в порядку занурення.

Результати записують у вигляді таблиці:


Концентрація розчину, моль/л

0,7

0,6

0,5

0,4

0,3

0,2

0,1

Ступінь плазмолізу





















Малюнок клітин






















Знайти ізотонічну концентрацію, вирахувати величину осмотичного тиску клітинного соку за рівнянням Вант-Гоффа:

P=RTCi.

Де P – осмотичний тиск в мегапаскалях, Мпа; R – універсальна газова стала, 0,0083кДж/(градмоль); T – абсолютна температура, 273+C; C – концентрація, моль/л; i – ізотонічний коефіцієнт.

Зробити висновок про залежність ступеню плазмолізу від концентрації розчину.
Контрольні запитання.

  1. Чому розчини електролітів мають більший, порівняно з неелектролітами, осмотичний тиск?

  2. Чи можна визначити концентрацію клітинного соку плазмолітичним методом?

  3. Чи можна відібрати воду від плазмолізованої клітини?



Робота № 6. Визначення сисної сили.



Мета роботи. Визначити величину сисної сили досліджуваних тканин.

Матеріали, реактиви, обладнання. 1 Н розчин NaCl або сахарози, дистильована вода, піпетки, склографи, леза, бюкси; коренеплоди моркви або бульби картоплі, міліметровий папір, препарувальні голки, скляні палички.

Основні відомості. Якщо рослинну тканину занурити в розчин, осмотичний тиск якого менше сисної сили тканини, то її клітини будуть поглинати воду з розчину. В результаті чого розчин стає концентрованішим, ніж до занурення в нього об’єкта. Навпаки, коли тканину помістити в гіпертонічний розчин, то він відбиратиме воду з клітин і ставатиме менш концентрованим.

Величина сили тиску, з яким вода осмотичним шляхом надходить до вакуолі, дорівнює різниці між осмотичним тиском ( P ) і тургорним тиском ( T ). Цю величину називають сисною силою ( S ):

S = P – T,

яка залежить від ступеню насиченості клітини водою. В стані повного в’янення (або початкового плазмолізу) тургорний тиск відсутній і сисна сила дорівнює осмотичному тиску T = 0 , S = P.
Хід роботи. Вихідний розчин 1 Н сахарози (342 г на 1 л води). Приготувати розчини сахарози або NaCl, які зменшуються на 0,1 Н, відповідно до таблиці:


Концентрація дослідного розчину, моль/л



На 10 мл розчину




1 н. розчин сахарози, мл

Води, мл

1,0

10,00

0,00

0,9

9,00

1,00

0,8

8,00

2,00

0,7

7,00

3,00

0,6

6,00

4,00


З паренхіми коренеплоду моркви або бульби картоплі вирізають смужки довжиною 3 см ( вимірюючи міліметровою лінійкою ), перерізом 4 мм2, потім їх занурюють в розчини різної концентрації. Через 20 хв. після занурення зрізів в розчини вимірювання повторюють.
Розчин, в якому довжина зрізів залишилась без змін, за своїм осмотичним тиском буде дорівнювати сисній силі тканин. Результати записати у вигляді таблиці:


Концентрація розчину, моль/л

1,0 Н

0,9 Н

0,8 Н

0,7 Н

0,6 Н

Довжина смужки до занурення в розчин, мм
















Довжина смужки після занурення в розчин, мм

















Розрахунки такі ж, як і при визначенні осмотичного тиску. Приклад роз-рахунку:

1 моль/л - 22,4 атм

0,25 моль/л - x,

тоді

X = 22,4 · 0,25 = 5,6 атм

1
Контрольні запитання.

  1. Що розуміють під сисною силою клітин?

  2. Як визначити величину сисної сили? Якими методами?

Контрольні запитання до розділу «Фізіологія рослинної клітини».


  1. Хімічний склад клітини.

  2. Що таке плазмоліз? Як визначити початок плазмолізу?

  3. Що таке циториз?

  4. Що таке «штучна» клітина?

  5. Чому плазмолізовані в розчині сечовини клітини досить швидко деплазмолізуються?

  6. Клітина занурена в дистильовану воду. Опишіть можливі варіанти переміщення води в цій системі.

  7. Опишіть зміни співвідношення між тургором, осмотичним тиском, сисною силою залежно від насичення клітин водою.


  1   2   3   4   5   6   7


Учебный материал
© nashaucheba.ru
При копировании укажите ссылку.
обратиться к администрации